引用本文： 李雪, 张长杰. 自分泌运动因子-溶血磷脂酸途径对大鼠膝骨关节炎关节软骨内基质金属蛋白酶 13 的影响. 华西医学, 2020, 35(5): 550-554. doi: 10.7507/1002-0179.202003505 复制
骨关节炎（osteoarthritis，OA）是一种慢性、退行性关节病变，其病因和发病机制尚不完全明确，但炎症与细胞外基质的破坏密切相关导致软骨组织钙化和降解、软骨下骨重塑和骨血管化增加，伴随疾病的临床症状包括疼痛、关节肿胀、晨僵和残疾[1-2]。自分泌运动因子（autotaxin，ATX）又称胞外核苷酸焦磷酸酶/磷酸二酯酶 2，是由大脑、肝脏和脂肪组织[3]等各种组织产生的分泌酶，能够将溶血磷脂酰胆碱转变为溶血磷脂酸（lysophosphatidic acid，LPA）[4]，进而通过至少 6 种 G 蛋白偶联受体（LPA1-6）来发挥一系列生理及病理功能，如细胞增殖、分化和迁移[5]，但大多数 ATX 报道的成年功能是通过细胞外产生的 LPA 介导[6-7]。以往国内外研究强调，局部 ATX 和 LPA 的产生在刺激慢性炎症性疾病中的细胞增殖、迁移和炎性细胞因子的产生方面起着关键作用，与类风湿关节炎[8]密切相关。ATX 也已被证明主要通过其酶促产物 LPA 参与 OA，对其中涉及的主要细胞类型有影响，特别是软骨细胞[9]。然而关于 ATX 和 LPA 对 OA 软骨作用的研究还很少，因此本实验研究探讨了 OA 关节软骨中 ATX-LPA 轴对基质金属蛋白酶 13（matrix metalloproteinase-13，MMP-13）的调控作用，来探讨 ATX-LPA 轴对软骨的作用机制，以助于为治疗 OA 寻找新的药物治疗靶点。现报告如下。
1 材料与方法
1.1 实验动物
8 周龄 Sprague-Dawley（SD）大鼠 6 只，雄性，清洁级，体重（240±10）g，由湖南斯莱克景公司提供，实验动物处置遵循动物伦理学标准，已通过中南大学湘雅二医院实验动物伦理委员会审查，批准编号为 No.2020075。
1.2 主要试剂与仪器
ATX 抑制剂 PF-8380（A3720，美国 APExBIO 公司）；LPA 受体拮抗剂 Ki16425（A1987，美国 APExBIO 公司）；兔抗鼠Ⅱ型胶原蛋白（type Ⅱ collagen，ColⅡ）抗体（15943-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 MMP-13 抗体（18165-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 ATX 抗体（14243-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 LPA 抗体（20442-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；辣根过氧化物酶试剂盒（ZLI-9018，北京中杉金桥生物技术有限公司）；倒置显微镜（DSZ2000X，北京中显恒业仪器仪表有限公司），电泳仪（DYY-6C，北京六一仪器厂），旋涡混合器（GL-88B，海门市其林贝尔仪器制造有限公司），磁力搅拌器（雷磁，上海仪电科学仪器股份有限公司）。
1.3 方法
1.3.1 原代软骨细胞分离及培养
取 8 周龄 SD 大鼠 6 只，脱颈处死后用无菌眼科剪将软骨取出，剪碎成小块，转移到含 0.25% 胰蛋白酶的 15 mL 离心管中，并放置于 37℃ 恒温箱内消化 20 min，再加入 0.02% ColⅡ酶消化液消化 24 h，每 2 小时震荡 1 次，24 h 后，将消化后的组织液通过 100 μmol/L 的细胞筛网过滤，用磷酸盐缓冲液（phosphate buffer saline，PBS）清洗 2 次细胞悬液，再以转速 1 000 r/min、半径 13.5 cm 离心 5 min，收集细胞，用 10% 胎牛血清高糖完全培养基重悬沉淀，将细胞接种于培养皿中，于 37℃、5% 二氧化碳培养箱培养，3 d 后，首次换液，以后每 2 天换液 1 次。
1.3.2 软骨细胞的鉴定
取 3 代以内的原代软骨细胞进行爬片，用 PBS 清洗 2～3 次后，用 4% 多聚甲醛固定 30 min，PBS 冲洗后加入 0.3% 曲拉通，37℃ 通透 30 min，PBS 冲洗后加入 3% 过氧化氢，室温 10 min 以灭活内源性酶，PBS 冲洗后加入一抗（兔抗鼠 ColⅡ抗体），4℃ 孵育过夜，PBS 冲洗后滴加辣根过氧化物酶标记二抗，37℃ 孵育 30 min，PBS 冲洗后滴加显色剂二氨基联苯胺，室温孵育 1～5 min，显微镜下观察染色深浅，染好后立即用蒸馏水洗涤，终止染色反应；将切片放入苏木素染色液复染 5～10 min，蒸馏水冲洗，PBS 返蓝，分别放置于 70% 乙醇中浸泡 5 min，85% 乙醇中浸泡 5 min，95% 乙醇中浸泡 5 min，无水乙醇中浸泡 5 min，取出切片后置于二甲苯 10 min×2 次，晾干后中性树胶封片，显微镜下观察并拍照。阳性染色为细胞质 ColⅡ染色呈黄色或棕黄色（深的可至褐色），细胞核染色呈蓝色，证明成功获取膝软骨细胞。
1.3.3 OA 模型建立及实验分组
取 3 代以内的原代软骨细胞，予以白细胞介素-1β 10 ng/mL 处理 24 h 建立 OA 模型。造模成功后随机分成 6 组，即空白对照组、模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组、1 μmol/L Ki16425 组和 10 μmol/L Ki16425 组，每组 3 个样本。
1.3.4 免疫细胞化学染色观察 ColⅡ的表达
按照上述软骨细胞鉴定的方法对空白对照组和模型组中软骨细胞的 ColⅡ进行免疫细胞化学染色，染色完成后显微镜下观察并拍照。采用 Image-Pro Plus 图像分析软件进行分析，并测定 ColⅡ平均吸光度值（average absorbance，AA）。
1.3.5 蛋白质印迹分析检测软骨 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白的表达
将适量软骨细胞洗涤 1 次，加入细胞裂解液裂解，离心收获上清液。测定上清液蛋白浓度，并定量。配置分离胶及浓缩胶，上样，进行凝胶电泳，转聚偏二氟乙烯膜，4℃ 下 5% 脱脂牛奶封闭过夜，分别加入各蛋白一抗（兔抗鼠 MMP-13、ATX 及 LPA 多克隆抗体）室温孵育 90 min，二抗室温孵育 90 min，磷酸盐吐温缓冲液洗涤 3 次，10 min/次，加入曝光液后，在凝胶成像系统中报告，并用 Quantity One 专业灰度分析软件分析电泳条带灰度值。
1.4 统计学方法
采用 SPSS 26.0 软件对空白对照组和模型组中 ColⅡ免疫细胞化学染色的 AA 值进行分析，以鉴定 OA 模型。数据用均数±标准差表示，组间方差不齐，采用 t’ 检验，检验水准 α=0.05。
2 结果
2.1 OA 模型验证
空白对照组和模型组中 ColⅡ免疫细胞化学染色的 AA 值（n=3，
±s）分别为 0.110 0±0.009 0、0.003 9±0.000 8，与空白对照组相比，模型组软骨细胞中 ColⅡ的 AA 值明显降低，组间差异有统计学意义（t’=20.495，P<0.05），说明成功建立 OA 模型。见图 1。
图1
OA 模型验证结果（免疫细胞化学染色 ×400）
a. 空白对照组软骨细胞；b. 模型组即 OA 软骨细胞
2.2 各组软骨细胞中 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白的表达
通过 Quantity One 专业灰度分析软件可以发现，模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组和 1 μmol/L Ki16425 组软骨细胞中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达明显高于空白对照组，而 10 μmol/L Ki16425 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达与空白组无明显差异；模型组、10 μmol/L PF-8380 组和 1 μmol/L PF-8380 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达依次降低；模型组、1 μmol/L Ki16425 组和 10 μmol/L Ki16425 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达依次降低，说明抑制 ATX-LPA 途径可能在不同程度上抑制 OA 关节软骨内 MMP-13 水平的上调。见图 2 及表 1、2。
表1
图 2a 条带灰度值
图2
蛋白质印迹法检测 ATX、LPA、MMP-13 在软骨细胞表达
a. 空白对照组、模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组的蛋白印迹条带；b. 空白对照组、模型组、1 μmol/L Ki16425 组、10 μmol/L Ki16425 组的蛋白印迹条带
表2
图 2b 条带灰度值
3 讨论
OA 是世界上最常见的关节炎形式，其特征为软骨破坏、软骨下骨硬化、滑膜增生、骨赘生成、细胞外基质降解、血管增生、关节间隙变窄。与 OA 相关的风险因素包括性别、年龄、肥胖、营养不良、肌肉无力[10]、先前的关节损伤、遗传易感性以及机械因素。其发病率和致残率较高，以中老年人为主，该疾患病程较长且不能彻底根治，最终导致关节疼痛加剧甚至关节功能丧失。目前 OA 的一线药理学治疗方案侧重于减轻炎症和相关疼痛。非甾体类抗炎药和选择性环氧化酶-2 抑制剂是治疗 OA 疼痛的最常用处方药物，但不幸的是，这些药物也经常伴随着胃肠道、肾脏和心血管副作用，因而限制了它们的使用[11]。因此，未来的研究迫切需要寻找新的药物治疗靶点和更优的治疗方案。
ATX-LPA 轴已被证明在许多病理生理过程中发挥重要作用，其与慢性炎症高度相关[12]，且在各种炎症条件下是上调的[13]。有报道称，血浆和滑膜液中的 ATX 水平与膝关节 OA 的严重程度有关[14]，从 OA 患者中分离出的滑膜成纤维细胞（synovial fibroblasts，SF）表达出大量的 ATX mRNA，而这种 ATX 表达的增加可能导致 LPA 的产生增加[15]，但不一定转化为 LPA 受体表达的增加[16]。此外，在人的 OA SF 中已经观察到 LPA1-3 的表达[17]，表明 ATX 和 LPA 信号在 OA 发病机制中具有潜在的作用。最近的研究表明，在动物关节炎模型中，间充质细胞中 ATX 的条件遗传消融可减轻关节炎的发展[15]。McDougall 等[18]首次报告，关节内 LPA 的产生与 OA 患者的疾病严重程度有关，用 LPA 受体拮抗剂或 ATX 抑制剂治疗 OA 关节可能是一种值得选择的方法。α-溴代膦酸酯对 ATX 和 LPA 受体的药理学阻断作用减弱了胶原诱导的关节炎小鼠模型中的疾病症状[19]；有证据表明，通过抑制炎症细胞迁移、辅助性 T 细胞 17 分化和破骨细胞生成，使用 LPA1 受体拮抗剂 LA-01 的治疗可能改善了小鼠胶原性关节炎的严重程度，而缺乏 LPA1 受体的关节炎小鼠则不容易存在关节疾病[20]，这些数据提示 ATX-LPA 轴可能是关节炎疾病发病机制的主要参与者。然而，它们在 OA 中的作用尚未确定及未完全阐明[18]。关于滑膜和循环中浓度与局部组织中炎性生物标志物的更多研究可以提供 ATX 和 LPA 在 OA 中致病作用的有用信息。体外研究可提供对 ATX 和 LPA 信号及其生物学作用更进一步的洞察[21]。总而言之，阻断 ATX-LPA 途径可能产生某些治疗益处，例如减少成纤维细胞样滑膜细胞的增殖、炎症因子的产生以及滑膜增生[22]，这可能是逆转 OA 畸形和残疾的关键因素。
目前研究认为基质金属蛋白酶是一大类锌离子和钙离子依赖性蛋白水解酶，可以降解任何细胞外基质成分，具有广泛的底物特异性，其主要底物包括蛋白多糖、玻连蛋白、纤连蛋白、层粘连蛋白和胶原蛋白。其中，MMP-13 属于胶原酶的一种，能特异性降解关节软骨基质中含量最多的 ColⅡ，是参与关节软骨基质降解的关键酶，是参与 OA 发生发展的关键酶。本研究结果显示，ATX、LPA 及 MMP-13 在 OA 软骨细胞中表达明显增加，加入 PF-8380 或 Ki16425 干预后均表达减少。对于 ATX 抑制剂 PF-8380，随着浓度的升高，其对 ATX、LPA 及 MMP-13 产生的抑制作用减弱；对于 LPA 受体拮抗剂 Ki16425，随着浓度的升高，其对 ATX、LPA 及 MMP-13 产生的抑制作用增强，甚至和正常软骨细胞中的表达水平无明显差异，说明抑制 ATX-LPA 途径在一定程度上能减少 MMP-13 的生成。然而，不同浓度干预的抑制作用尚不完全清楚，这可能和干预时间与干预途径存在一定关系，有待于进一步深入研究。
综上所述，随着 OA 的发生发展，MMP-13 的表达及 ColⅡ破坏增加，不同浓度的 ATX 抑制剂及 LPA 受体拮抗剂通过抑制 ATX-LPA 途径可不同程度减少 MMP-13 的表达以降低软骨炎症反应。因此，抑制 ATX-LPA 途径可能在不同程度上抑制 OA 关节软骨内 MMP-13 水平的上调而减轻软骨损伤。
骨关节炎（osteoarthritis，OA）是一种慢性、退行性关节病变，其病因和发病机制尚不完全明确，但炎症与细胞外基质的破坏密切相关导致软骨组织钙化和降解、软骨下骨重塑和骨血管化增加，伴随疾病的临床症状包括疼痛、关节肿胀、晨僵和残疾[1-2]。自分泌运动因子（autotaxin，ATX）又称胞外核苷酸焦磷酸酶/磷酸二酯酶 2，是由大脑、肝脏和脂肪组织[3]等各种组织产生的分泌酶，能够将溶血磷脂酰胆碱转变为溶血磷脂酸（lysophosphatidic acid，LPA）[4]，进而通过至少 6 种 G 蛋白偶联受体（LPA1-6）来发挥一系列生理及病理功能，如细胞增殖、分化和迁移[5]，但大多数 ATX 报道的成年功能是通过细胞外产生的 LPA 介导[6-7]。以往国内外研究强调，局部 ATX 和 LPA 的产生在刺激慢性炎症性疾病中的细胞增殖、迁移和炎性细胞因子的产生方面起着关键作用，与类风湿关节炎[8]密切相关。ATX 也已被证明主要通过其酶促产物 LPA 参与 OA，对其中涉及的主要细胞类型有影响，特别是软骨细胞[9]。然而关于 ATX 和 LPA 对 OA 软骨作用的研究还很少，因此本实验研究探讨了 OA 关节软骨中 ATX-LPA 轴对基质金属蛋白酶 13（matrix metalloproteinase-13，MMP-13）的调控作用，来探讨 ATX-LPA 轴对软骨的作用机制，以助于为治疗 OA 寻找新的药物治疗靶点。现报告如下。
1 材料与方法
1.1 实验动物
8 周龄 Sprague-Dawley（SD）大鼠 6 只，雄性，清洁级，体重（240±10）g，由湖南斯莱克景公司提供，实验动物处置遵循动物伦理学标准，已通过中南大学湘雅二医院实验动物伦理委员会审查，批准编号为 No.2020075。
1.2 主要试剂与仪器
ATX 抑制剂 PF-8380（A3720，美国 APExBIO 公司）；LPA 受体拮抗剂 Ki16425（A1987，美国 APExBIO 公司）；兔抗鼠Ⅱ型胶原蛋白（type Ⅱ collagen，ColⅡ）抗体（15943-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 MMP-13 抗体（18165-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 ATX 抗体（14243-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；兔抗鼠 LPA 抗体（20442-1-AP，美国 Proteintech Group 公司）；辣根过氧化物酶试剂盒（ZLI-9018，北京中杉金桥生物技术有限公司）；倒置显微镜（DSZ2000X，北京中显恒业仪器仪表有限公司），电泳仪（DYY-6C，北京六一仪器厂），旋涡混合器（GL-88B，海门市其林贝尔仪器制造有限公司），磁力搅拌器（雷磁，上海仪电科学仪器股份有限公司）。
1.3 方法
1.3.1 原代软骨细胞分离及培养
取 8 周龄 SD 大鼠 6 只，脱颈处死后用无菌眼科剪将软骨取出，剪碎成小块，转移到含 0.25% 胰蛋白酶的 15 mL 离心管中，并放置于 37℃ 恒温箱内消化 20 min，再加入 0.02% ColⅡ酶消化液消化 24 h，每 2 小时震荡 1 次，24 h 后，将消化后的组织液通过 100 μmol/L 的细胞筛网过滤，用磷酸盐缓冲液（phosphate buffer saline，PBS）清洗 2 次细胞悬液，再以转速 1 000 r/min、半径 13.5 cm 离心 5 min，收集细胞，用 10% 胎牛血清高糖完全培养基重悬沉淀，将细胞接种于培养皿中，于 37℃、5% 二氧化碳培养箱培养，3 d 后，首次换液，以后每 2 天换液 1 次。
1.3.2 软骨细胞的鉴定
取 3 代以内的原代软骨细胞进行爬片，用 PBS 清洗 2～3 次后，用 4% 多聚甲醛固定 30 min，PBS 冲洗后加入 0.3% 曲拉通，37℃ 通透 30 min，PBS 冲洗后加入 3% 过氧化氢，室温 10 min 以灭活内源性酶，PBS 冲洗后加入一抗（兔抗鼠 ColⅡ抗体），4℃ 孵育过夜，PBS 冲洗后滴加辣根过氧化物酶标记二抗，37℃ 孵育 30 min，PBS 冲洗后滴加显色剂二氨基联苯胺，室温孵育 1～5 min，显微镜下观察染色深浅，染好后立即用蒸馏水洗涤，终止染色反应；将切片放入苏木素染色液复染 5～10 min，蒸馏水冲洗，PBS 返蓝，分别放置于 70% 乙醇中浸泡 5 min，85% 乙醇中浸泡 5 min，95% 乙醇中浸泡 5 min，无水乙醇中浸泡 5 min，取出切片后置于二甲苯 10 min×2 次，晾干后中性树胶封片，显微镜下观察并拍照。阳性染色为细胞质 ColⅡ染色呈黄色或棕黄色（深的可至褐色），细胞核染色呈蓝色，证明成功获取膝软骨细胞。
1.3.3 OA 模型建立及实验分组
取 3 代以内的原代软骨细胞，予以白细胞介素-1β 10 ng/mL 处理 24 h 建立 OA 模型。造模成功后随机分成 6 组，即空白对照组、模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组、1 μmol/L Ki16425 组和 10 μmol/L Ki16425 组，每组 3 个样本。
1.3.4 免疫细胞化学染色观察 ColⅡ的表达
按照上述软骨细胞鉴定的方法对空白对照组和模型组中软骨细胞的 ColⅡ进行免疫细胞化学染色，染色完成后显微镜下观察并拍照。采用 Image-Pro Plus 图像分析软件进行分析，并测定 ColⅡ平均吸光度值（average absorbance，AA）。
1.3.5 蛋白质印迹分析检测软骨 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白的表达
将适量软骨细胞洗涤 1 次，加入细胞裂解液裂解，离心收获上清液。测定上清液蛋白浓度，并定量。配置分离胶及浓缩胶，上样，进行凝胶电泳，转聚偏二氟乙烯膜，4℃ 下 5% 脱脂牛奶封闭过夜，分别加入各蛋白一抗（兔抗鼠 MMP-13、ATX 及 LPA 多克隆抗体）室温孵育 90 min，二抗室温孵育 90 min，磷酸盐吐温缓冲液洗涤 3 次，10 min/次，加入曝光液后，在凝胶成像系统中报告，并用 Quantity One 专业灰度分析软件分析电泳条带灰度值。
1.4 统计学方法
采用 SPSS 26.0 软件对空白对照组和模型组中 ColⅡ免疫细胞化学染色的 AA 值进行分析，以鉴定 OA 模型。数据用均数±标准差表示，组间方差不齐，采用 t’ 检验，检验水准 α=0.05。
2 结果
2.1 OA 模型验证
空白对照组和模型组中 ColⅡ免疫细胞化学染色的 AA 值（n=3，±s）分别为 0.110 0±0.009 0、0.003 9±0.000 8，与空白对照组相比，模型组软骨细胞中 ColⅡ的 AA 值明显降低，组间差异有统计学意义（t’=20.495，P<0.05），说明成功建立 OA 模型。见图 1。
图1
OA 模型验证结果（免疫细胞化学染色 ×400）
a. 空白对照组软骨细胞；b. 模型组即 OA 软骨细胞
2.2 各组软骨细胞中 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白的表达
通过 Quantity One 专业灰度分析软件可以发现，模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组和 1 μmol/L Ki16425 组软骨细胞中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达明显高于空白对照组，而 10 μmol/L Ki16425 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达与空白组无明显差异；模型组、10 μmol/L PF-8380 组和 1 μmol/L PF-8380 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达依次降低；模型组、1 μmol/L Ki16425 组和 10 μmol/L Ki16425 组中的 ATX、LPA 及 MMP-13 蛋白表达依次降低，说明抑制 ATX-LPA 途径可能在不同程度上抑制 OA 关节软骨内 MMP-13 水平的上调。见图 2 及表 1、2。
表1
图 2a 条带灰度值
图2
蛋白质印迹法检测 ATX、LPA、MMP-13 在软骨细胞表达
a. 空白对照组、模型组、1 μmol/L PF-8380 组、10 μmol/L PF-8380 组的蛋白印迹条带；b. 空白对照组、模型组、1 μmol/L Ki16425 组、10 μmol/L Ki16425 组的蛋白印迹条带
表2
图 2b 条带灰度值
3 讨论
OA 是世界上最常见的关节炎形式，其特征为软骨破坏、软骨下骨硬化、滑膜增生、骨赘生成、细胞外基质降解、血管增生、关节间隙变窄。与 OA 相关的风险因素包括性别、年龄、肥胖、营养不良、肌肉无力[10]、先前的关节损伤、遗传易感性以及机械因素。其发病率和致残率较高，以中老年人为主，该疾患病程较长且不能彻底根治，最终导致关节疼痛加剧甚至关节功能丧失。目前 OA 的一线药理学治疗方案侧重于减轻炎症和相关疼痛。非甾体类抗炎药和选择性环氧化酶-2 抑制剂是治疗 OA 疼痛的最常用处方药物，但不幸的是，这些药物也经常伴随着胃肠道、肾脏和心血管副作用，因而限制了它们的使用[11]。因此，未来的研究迫切需要寻找新的药物治疗靶点和更优的治疗方案。
ATX-LPA 轴已被证明在许多病理生理过程中发挥重要作用，其与慢性炎症高度相关[12]，且在各种炎症条件下是上调的[13]。有报道称，血浆和滑膜液中的 ATX 水平与膝关节 OA 的严重程度有关[14]，从 OA 患者中分离出的滑膜成纤维细胞（synovial fibroblasts，SF）表达出大量的 ATX mRNA，而这种 ATX 表达的增加可能导致 LPA 的产生增加[15]，但不一定转化为 LPA 受体表达的增加[16]。此外，在人的 OA SF 中已经观察到 LPA1-3 的表达[17]，表明 ATX 和 LPA 信号在 OA 发病机制中具有潜在的作用。最近的研究表明，在动物关节炎模型中，间充质细胞中 ATX 的条件遗传消融可减轻关节炎的发展[15]。McDougall 等[18]首次报告，关节内 LPA 的产生与 OA 患者的疾病严重程度有关，用 LPA 受体拮抗剂或 ATX 抑制剂治疗 OA 关节可能是一种值得选择的方法。α-溴代膦酸酯对 ATX 和 LPA 受体的药理学阻断作用减弱了胶原诱导的关节炎小鼠模型中的疾病症状[19]；有证据表明，通过抑制炎症细胞迁移、辅助性 T 细胞 17 分化和破骨细胞生成，使用 LPA1 受体拮抗剂 LA-01 的治疗可能改善了小鼠胶原性关节炎的严重程度，而缺乏 LPA1 受体的关节炎小鼠则不容易存在关节疾病[20]，这些数据提示 ATX-LPA 轴可能是关节炎疾病发病机制的主要参与者。然而，它们在 OA 中的作用尚未确定及未完全阐明[18]。关于滑膜和循环中浓度与局部组织中炎性生物标志物的更多研究可以提供 ATX 和 LPA 在 OA 中致病作用的有用信息。体外研究可提供对 ATX 和 LPA 信号及其生物学作用更进一步的洞察[21]。总而言之，阻断 ATX-LPA 途径可能产生某些治疗益处，例如减少成纤维细胞样滑膜细胞的增殖、炎症因子的产生以及滑膜增生[22]，这可能是逆转 OA 畸形和残疾的关键因素。
目前研究认为基质金属蛋白酶是一大类锌离子和钙离子依赖性蛋白水解酶，可以降解任何细胞外基质成分，具有广泛的底物特异性，其主要底物包括蛋白多糖、玻连蛋白、纤连蛋白、层粘连蛋白和胶原蛋白。其中，MMP-13 属于胶原酶的一种，能特异性降解关节软骨基质中含量最多的 ColⅡ，是参与关节软骨基质降解的关键酶，是参与 OA 发生发展的关键酶。本研究结果显示，ATX、LPA 及 MMP-13 在 OA 软骨细胞中表达明显增加，加入 PF-8380 或 Ki16425 干预后均表达减少。对于 ATX 抑制剂 PF-8380，随着浓度的升高，其对 ATX、LPA 及 MMP-13 产生的抑制作用减弱；对于 LPA 受体拮抗剂 Ki16425，随着浓度的升高，其对 ATX、LPA 及 MMP-13 产生的抑制作用增强，甚至和正常软骨细胞中的表达水平无明显差异，说明抑制 ATX-LPA 途径在一定程度上能减少 MMP-13 的生成。然而，不同浓度干预的抑制作用尚不完全清楚，这可能和干预时间与干预途径存在一定关系，有待于进一步深入研究。
综上所述，随着 OA 的发生发展，MMP-13 的表达及 ColⅡ破坏增加，不同浓度的 ATX 抑制剂及 LPA 受体拮抗剂通过抑制 ATX-LPA 途径可不同程度减少 MMP-13 的表达以降低软骨炎症反应。因此，抑制 ATX-LPA 途径可能在不同程度上抑制 OA 关节软骨内 MMP-13 水平的上调而减轻软骨损伤。
