引用本文： 赵阳, 金殷植, 张海燕. 绞窄性肠梗阻大鼠早期回肠组织中组氨酸脱羧酶基因的表达及血清组氨酸脱羧酶和D-乳酸浓度的变化. 中国普外基础与临床杂志, 2015, 22(9): 1047-1051. doi: 10.7507/1007-9424.20150275 复制
肠梗阻是外科常见的急腹症，但如何及早鉴别肠管血运障碍，如何选择最佳的手术时机，以减轻绞窄性肠梗阻所致的全身中毒症状等是尚未解决的临床难题。目前肠梗阻的诊断主要依靠临床症状及腹部X线平片、彩超、CT等影像学检查，虽然能够判断是否存在肠梗阻，但不同患者临床表现的个体差异较大，此时影像学检查不能及时地反映肠管的血运障碍，以致延误诊断，延误手术时机，导致患者发生严重的并发症甚至死亡。所以，临床上迫切需要一种快速、准确及简便的检测指标。不少学者[1-4]曾尝试通过血清学指标来解决早期诊断绞窄性肠梗阻的难题。本实验在绞窄性肠梗阻大鼠模型的基础上，观察绞窄性肠梗阻早期小肠组织中组氨酸脱羧酶（histidine decarboxylase，HDC）基因的表达水平，以及血清中HDC和D-乳酸浓度的变化，以探讨上述指标在绞窄性肠梗阻早期诊断中的应用价值。
1 材料与方法
1.1 实验动物、主要试剂和仪器
清洁级雄性Wistar大鼠30只，7周龄，体质量200～250 g，购自吉林大学基础医学院动物实验中心，实验动物生产许可证号：SCXK （吉） 2013-0001。动物实验在吉林大学基础医学院实验室进行，实验动物使用许可证号：SYXK （吉） 2013-0005。主要试剂包括：HDC及D-乳酸酶联免疫吸附分析法（ELISA法） 试剂盒（湖北CUSABIO公司）、TRIzol试剂盒（美国Invitrogen公司）、莫洛尼鼠白血病毒（M-MLV）逆转录酶（美国Promega公司）、实时定量PCR （RT-PCR）试剂盒（大连TaKaRa公司）及荧光定量试剂ABI power SYBR Green master mix（美国Applied Biosystems公司）。设备：EPOCH微孔板分光光度计（美国BIOTEK公司）和7500 Fast real-time PCR仪（美国Applied Biosystems公司）。HDC基因引物由上海生工生物工程股份有限公司合成。
1.2 方法
1.2.1 肠梗阻模型的构建与分组
将Wistar大鼠随机（计算机生成随机数字法）分为空白对照组10只和实验组20只。实验组大鼠行2%戊巴比妥钠（40 mg/kg）腹腔注射麻醉成功后，取仰卧位固定，取下腹部正中切口约4 cm长，距回盲瓣10 cm处将4 cm回肠呈“U”型折叠后以丝线结扎，使肠管颜色呈紫色，最后缝合切口。空白对照组大鼠仅行开关腹手术。所有大鼠术前1 d均禁食。术后大鼠均无死亡。将实验组大鼠随机（方法同上）分为肠梗阻1 h组和肠梗阻3 h组，分别于术后1 h和3 h迅速切开腹腔，切取1 cm长的梗阻回肠组织置于10%中性甲醛中，切取100 mg梗阻回肠组织分装于冷冻管中；同时行心脏取血，4 ℃离心以获得血清（2 000 r/min，r=10 cm，10 min），标本于-80 ℃条件下保存。空白对照组于术后1 h以同样方法收集标本。
1.2.2 回肠组织的病理学检查
将回肠组织放入10%中性甲醛中固定48 h，以石蜡包埋，5 μm厚切片，行苏木精-伊红染色。依据Park/Chiu肠组织损伤评级标准[5]判定回肠组织的损伤程度。
1.2.3 血清HDC和D-乳酸浓度的测定
采用ELISA法测定血清中HDC和D-乳酸浓度，操作均按ELISA试剂盒说明书进行。
1.2.4 RT-PCR法检测回肠组织中HDC mRNA的表达
取-80 ℃保存的回肠组织，按照TRIzol说明书提取总RNA，再按照M-MLV逆转录试剂盒说明书进行cDNA合成。再以cDNA为模板进行RT-PCR扩增，反应体系为25 µL体系（同试剂盒说明书）；反应条件：95 ℃预变性3 min；94 ℃ 30 s，56 ℃ 45 s，72 ℃ 1 min，40个循环；最后72 ℃延伸10 min。相关引物序列及产物扩增长度见表 1，以甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）为内参。HDC mRNA的表达水平采用2-∆∆Ct法计算，其中Ct值为荧光信号开始由本底进入指数增长阶段的阈值所对应的循环数。
表1
引物序列及产物扩增长度
1.3 统计学方法
采用SPSS 22.0统计软件进行数据分析。不服从正态分布的计量资料采用中位数（M）表示，组间比较采用Tamhane’s T2和Dunnett’s T3方法。检验水准α=0.05。
2 结果
2.1 回肠组织的病理学检查结果
光镜下，空白对照组大鼠的回肠组织为正常回肠黏膜，损伤程度评分的中位数为0分（0～1分）；肠梗阻1 h组大鼠的部分小肠绒毛脱落，肠腔内见有炎细胞浸润及炎性渗出，损伤程度评分的中位数为2分（2～3分），较空白对照组增高（P<0.01）；肠梗阻3 h组大鼠见大量小肠绒毛脱落，坏死形成，肌壁变薄，部分黏膜固有层及肌层结构消失，炎细胞浸润，损伤程度评分的中位数为5分（4～5分），较空白对照组和肠梗阻1 h组均增高（P<0.01），见图 1。
图1
示3组大鼠回肠组织的病理学检查结果（HE×40）。1A：空白对照组；1B：肠梗阻1 h组；1C：肠梗阻3 h组 图 2 示样本融解曲线
2.2 血清HDC和D-乳酸浓度检测结果
空白对照组大鼠的血清HDC浓度的中位数为10.5 pg/mL （4.60～17.18 pg/mL），肠梗阻1 h组为87.93 pg/mL （41.33～119.03 pg/mL），肠梗阻3 h组为150.67 pg/mL （67.33～198.14 pg/mL），空白对照组、肠梗阻1 h组及肠梗阻3 h组大鼠的血清HDC浓度依次增高，3组间两两比较差异均有统计学意义（P<0.05）。空白对照组大鼠的血清D-乳酸浓度的中位数为0 ng/mL （0～3.90 ng/mL），肠梗阻1 h组为0 ng/mL（0～15.63 ng/mL），肠梗阻3 h组为4.92 ng/mL （0～48.13 ng/mL），3组大鼠的血清D-乳酸浓度比较差异无统计学意义（P>0.05）。
2.3 回肠组织中HDC mRNA表达水平检测结果
RT-PCR融解曲线示基因产物均为单峰（图 2），说明无引物二聚体和非特异性扩增。RT-PCR结果显示，肠梗阻3 h组大鼠回肠组织中HDC mRNA的表达水平的中位数为7.81 （7.05～8.39），高于肠梗阻1 h组的1.77 （1.74～1.94） 和空白对照组的0.97 （0.88～1.15），P<0.01；而肠梗阻1 h组和空白对照组间比较差异则无统计学意义（P>0.05）。
3 讨论
临床上对绞窄性肠梗阻的早期诊断比较棘手。胃肠道缺血早期无特有的临床表现，缺乏有效的检查手段，仍需多种检查综合判断[6]，以免延误诊治。常用的影像学检查方法无法做到准确预判肠管缺血程度。通过血清学指标诊断绞窄性肠梗阻是简便和经济的检查手段，但其仍处于探索阶段，尚无确切的指标。本实验通过结扎部分肠管模拟绞窄性肠梗阻，观察早期回肠组织中HDC mRNA的表达水平，以及血清中HDC和D-乳酸浓度的变化。
HDC是催化组氨酸反应生成组胺的酶，并对组氨酸具有高度的特异性。人类的HDC基因定位于染色体15q21.2上，在成年哺乳动物的肝、胃肠道及胰腺组织中其表达水平均较高，主要在肥大细胞、胃肠道嗜铬样细胞、嗜碱性粒细胞、幼粒细胞及血小板中呈阳性表达[7]。而组胺受体主要分布在大脑和胃肠道中[8]，因此胃肠道的病理学改变必然带来组胺合成的变化。绞窄性肠梗阻最主要的病理学改变是肠壁血液循环障碍。关于组胺与组织器官缺血损伤的关系，以往研究得较多的是肝、脑及心脏[9-10]，而胃肠道涉及较少。Ge等[11]利用小鼠建立小肠缺血再灌注损伤模型，先阻断肠系膜上动脉30 min，然后开放，分别观察开放后1、3、6和12 h时小肠组织内肥大细胞数量、组胺水平及肿瘤坏死因子的表达水平，结果在术后6 h时，在光镜下观察到明显的小肠组织损伤，同时伴有上述指标的增高，而术后12 h时伴随肥大细胞数量及组胺水平的降低，小肠组织的损伤减轻。Huang等[12]利用大鼠建立小肠缺血再灌注损伤模型，他们先阻断肠系膜上动脉75 min，然后开放，观察开放4 h时血清组胺浓度及肝脏组织中乳酸脱氢酶、肿瘤坏死因子、白介素-8（IL-8）及丙二醛水平，结果发现，和对照组（只游离肠系膜上动脉而不予阻断）相比，上述指标均明显增高，提示组胺参与了小肠的缺血性病理学改变。
Fujimoto等[13]较早发现，大鼠小肠缺血再灌注损伤时小肠黏膜组织内HDC活性显著增高。也有学者[14-15]发现，在胃溃疡的发生过程中，HDC基因的表达呈现先下调后逐渐上调的过程。关于HDC基因的表达及其血清浓度对肠梗阻诊断价值的研究报道较少。Yang等[16]报道，发生绞窄性肠梗阻时，结肠组织内高表达HDC基因，并由此进入血液循环，再经尿液排出体外，使血清和尿中的HDC浓度均增高，HDC的这种变化有助于绞窄性肠梗阻的诊断。杨建军等[17-18]分别测定了28例绞窄性肠梗阻患者、19例单纯性肠梗阻患者、17例急性单纯性阑尾炎患者和20例健康志愿者的血清HDC、D-乳酸、α-谷胱甘肽S-转移酶、肠脂肪酸结合蛋白和二胺氧化酶浓度，观察这些指标在肠梗阻患者发生肠黏膜损伤时的变化。结果发现，上述指标在绞窄性肠梗阻患者中最高，特别是伴有腹腔感染时增高明显；其中血清HDC浓度与全身炎症反应综合征的相关性最强；当血清HDC浓度≥31.0 ng/mL时，其诊断绞窄性肠梗阻的灵敏度（74.5%）、特异度（94.6%）、假阴性率（25.5%）及假阳性率（5.4%）均优于其他指标，故认为血清HDC浓度是一种有效的诊断绞窄性肠梗阻的生物学指标[17-18]。有关HDC基因在绞窄性肠梗阻发生初期小肠组织中表达水平的研究较少。本实验结果显示，发生绞窄性肠梗阻1 h时回肠组织中HDC mRNA的表达水平增高不明显，但3 h时回肠组织中HDC mRNA的表达水平明显增高，达到空白对照组的8.05倍；血清检测结果显示，肠梗阻1 h后血清HDC浓度即显著升高，3 h后其浓度进一步升高。以上结果提示，绞窄性肠梗阻1 h时即出现血清HDC浓度的增高，这有助于临床早期诊断绞窄性肠梗阻。
D-乳酸是肠道细菌发酵产生的代谢产物，正常情况下很少吸收，当肠壁发生损伤、肠道通透性增加时可进入血液，而哺乳动物无法将其快速降解，因此可作为判断肠黏膜损伤程度的指标[19]。但以往的研究对象多为阻断肠系膜上动脉致小肠大面积缺血的大鼠[20]，或者因腹腔高压引起整个小肠缺血者[21]，或者已经确诊为肠管血运障碍的临床急腹症患者[22]，而临床上诊断困难者往往是一部分肠管发生绞窄、临床症状不典型者。因此，本实验通过结扎部分肠管建立小面积绞窄性肠梗阻模型，观察早期血清D-乳酸浓度的变化。结果显示，发生肠梗阻3 h后血清D-乳酸浓度仍与空白对照组相比无统计学意义（P>0.05），提示绞窄性肠梗阻发生时间短、肠管缺血面积小时，血清D-乳酸浓度的变化不明显，不能敏感地反映肠管损伤程度，不宜作为急性肠梗阻的早期诊断指标。李辉等[23]也报道，在急性肠梗阻中，血清D-乳酸浓度并不适于作为评价肠黏膜损伤程度的指标。但也有学者[24]认为，血清D-乳酸浓度的升高程度与肠管损伤范围的关系不密切，主要与梗阻部位及梗阻时间相关。血清D-乳酸对肠梗阻早期诊断的价值需进一步探索。
肠道是人体最大的消化器官，也是最大的免疫器官，其结构功能复杂。近年研究的血清学指标如α-谷胱甘肽S-转移酶、肠脂肪酸结合蛋白等可以帮助提高肠梗阻诊断的精确性[25]。本实验结果提示，血清HDC浓度是一种早期诊断绞窄性肠梗阻的较有效的生物学指标，其浓度增高预示更差的临床结局，而血清D-乳酸浓度仅可以帮助提高肠梗阻诊断的精确性。今后需要进一步开展大样本临床研究，以为临床诊治绞窄性肠梗阻提供理论依据。
肠梗阻是外科常见的急腹症，但如何及早鉴别肠管血运障碍，如何选择最佳的手术时机，以减轻绞窄性肠梗阻所致的全身中毒症状等是尚未解决的临床难题。目前肠梗阻的诊断主要依靠临床症状及腹部X线平片、彩超、CT等影像学检查，虽然能够判断是否存在肠梗阻，但不同患者临床表现的个体差异较大，此时影像学检查不能及时地反映肠管的血运障碍，以致延误诊断，延误手术时机，导致患者发生严重的并发症甚至死亡。所以，临床上迫切需要一种快速、准确及简便的检测指标。不少学者[1-4]曾尝试通过血清学指标来解决早期诊断绞窄性肠梗阻的难题。本实验在绞窄性肠梗阻大鼠模型的基础上，观察绞窄性肠梗阻早期小肠组织中组氨酸脱羧酶（histidine decarboxylase，HDC）基因的表达水平，以及血清中HDC和D-乳酸浓度的变化，以探讨上述指标在绞窄性肠梗阻早期诊断中的应用价值。
1 材料与方法
1.1 实验动物、主要试剂和仪器
清洁级雄性Wistar大鼠30只，7周龄，体质量200～250 g，购自吉林大学基础医学院动物实验中心，实验动物生产许可证号：SCXK （吉） 2013-0001。动物实验在吉林大学基础医学院实验室进行，实验动物使用许可证号：SYXK （吉） 2013-0005。主要试剂包括：HDC及D-乳酸酶联免疫吸附分析法（ELISA法） 试剂盒（湖北CUSABIO公司）、TRIzol试剂盒（美国Invitrogen公司）、莫洛尼鼠白血病毒（M-MLV）逆转录酶（美国Promega公司）、实时定量PCR （RT-PCR）试剂盒（大连TaKaRa公司）及荧光定量试剂ABI power SYBR Green master mix（美国Applied Biosystems公司）。设备：EPOCH微孔板分光光度计（美国BIOTEK公司）和7500 Fast real-time PCR仪（美国Applied Biosystems公司）。HDC基因引物由上海生工生物工程股份有限公司合成。
1.2 方法
1.2.1 肠梗阻模型的构建与分组
将Wistar大鼠随机（计算机生成随机数字法）分为空白对照组10只和实验组20只。实验组大鼠行2%戊巴比妥钠（40 mg/kg）腹腔注射麻醉成功后，取仰卧位固定，取下腹部正中切口约4 cm长，距回盲瓣10 cm处将4 cm回肠呈“U”型折叠后以丝线结扎，使肠管颜色呈紫色，最后缝合切口。空白对照组大鼠仅行开关腹手术。所有大鼠术前1 d均禁食。术后大鼠均无死亡。将实验组大鼠随机（方法同上）分为肠梗阻1 h组和肠梗阻3 h组，分别于术后1 h和3 h迅速切开腹腔，切取1 cm长的梗阻回肠组织置于10%中性甲醛中，切取100 mg梗阻回肠组织分装于冷冻管中；同时行心脏取血，4 ℃离心以获得血清（2 000 r/min，r=10 cm，10 min），标本于-80 ℃条件下保存。空白对照组于术后1 h以同样方法收集标本。
1.2.2 回肠组织的病理学检查
将回肠组织放入10%中性甲醛中固定48 h，以石蜡包埋，5 μm厚切片，行苏木精-伊红染色。依据Park/Chiu肠组织损伤评级标准[5]判定回肠组织的损伤程度。
1.2.3 血清HDC和D-乳酸浓度的测定
采用ELISA法测定血清中HDC和D-乳酸浓度，操作均按ELISA试剂盒说明书进行。
1.2.4 RT-PCR法检测回肠组织中HDC mRNA的表达
取-80 ℃保存的回肠组织，按照TRIzol说明书提取总RNA，再按照M-MLV逆转录试剂盒说明书进行cDNA合成。再以cDNA为模板进行RT-PCR扩增，反应体系为25 µL体系（同试剂盒说明书）；反应条件：95 ℃预变性3 min；94 ℃ 30 s，56 ℃ 45 s，72 ℃ 1 min，40个循环；最后72 ℃延伸10 min。相关引物序列及产物扩增长度见表 1，以甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）为内参。HDC mRNA的表达水平采用2-∆∆Ct法计算，其中Ct值为荧光信号开始由本底进入指数增长阶段的阈值所对应的循环数。
表1
引物序列及产物扩增长度
1.3 统计学方法
采用SPSS 22.0统计软件进行数据分析。不服从正态分布的计量资料采用中位数（M）表示，组间比较采用Tamhane’s T2和Dunnett’s T3方法。检验水准α=0.05。
2 结果
2.1 回肠组织的病理学检查结果
光镜下，空白对照组大鼠的回肠组织为正常回肠黏膜，损伤程度评分的中位数为0分（0～1分）；肠梗阻1 h组大鼠的部分小肠绒毛脱落，肠腔内见有炎细胞浸润及炎性渗出，损伤程度评分的中位数为2分（2～3分），较空白对照组增高（P<0.01）；肠梗阻3 h组大鼠见大量小肠绒毛脱落，坏死形成，肌壁变薄，部分黏膜固有层及肌层结构消失，炎细胞浸润，损伤程度评分的中位数为5分（4～5分），较空白对照组和肠梗阻1 h组均增高（P<0.01），见图 1。
图1
示3组大鼠回肠组织的病理学检查结果（HE×40）。1A：空白对照组；1B：肠梗阻1 h组；1C：肠梗阻3 h组 图 2 示样本融解曲线
2.2 血清HDC和D-乳酸浓度检测结果
空白对照组大鼠的血清HDC浓度的中位数为10.5 pg/mL （4.60～17.18 pg/mL），肠梗阻1 h组为87.93 pg/mL （41.33～119.03 pg/mL），肠梗阻3 h组为150.67 pg/mL （67.33～198.14 pg/mL），空白对照组、肠梗阻1 h组及肠梗阻3 h组大鼠的血清HDC浓度依次增高，3组间两两比较差异均有统计学意义（P<0.05）。空白对照组大鼠的血清D-乳酸浓度的中位数为0 ng/mL （0～3.90 ng/mL），肠梗阻1 h组为0 ng/mL（0～15.63 ng/mL），肠梗阻3 h组为4.92 ng/mL （0～48.13 ng/mL），3组大鼠的血清D-乳酸浓度比较差异无统计学意义（P>0.05）。
2.3 回肠组织中HDC mRNA表达水平检测结果
RT-PCR融解曲线示基因产物均为单峰（图 2），说明无引物二聚体和非特异性扩增。RT-PCR结果显示，肠梗阻3 h组大鼠回肠组织中HDC mRNA的表达水平的中位数为7.81 （7.05～8.39），高于肠梗阻1 h组的1.77 （1.74～1.94） 和空白对照组的0.97 （0.88～1.15），P<0.01；而肠梗阻1 h组和空白对照组间比较差异则无统计学意义（P>0.05）。
3 讨论
临床上对绞窄性肠梗阻的早期诊断比较棘手。胃肠道缺血早期无特有的临床表现，缺乏有效的检查手段，仍需多种检查综合判断[6]，以免延误诊治。常用的影像学检查方法无法做到准确预判肠管缺血程度。通过血清学指标诊断绞窄性肠梗阻是简便和经济的检查手段，但其仍处于探索阶段，尚无确切的指标。本实验通过结扎部分肠管模拟绞窄性肠梗阻，观察早期回肠组织中HDC mRNA的表达水平，以及血清中HDC和D-乳酸浓度的变化。
HDC是催化组氨酸反应生成组胺的酶，并对组氨酸具有高度的特异性。人类的HDC基因定位于染色体15q21.2上，在成年哺乳动物的肝、胃肠道及胰腺组织中其表达水平均较高，主要在肥大细胞、胃肠道嗜铬样细胞、嗜碱性粒细胞、幼粒细胞及血小板中呈阳性表达[7]。而组胺受体主要分布在大脑和胃肠道中[8]，因此胃肠道的病理学改变必然带来组胺合成的变化。绞窄性肠梗阻最主要的病理学改变是肠壁血液循环障碍。关于组胺与组织器官缺血损伤的关系，以往研究得较多的是肝、脑及心脏[9-10]，而胃肠道涉及较少。Ge等[11]利用小鼠建立小肠缺血再灌注损伤模型，先阻断肠系膜上动脉30 min，然后开放，分别观察开放后1、3、6和12 h时小肠组织内肥大细胞数量、组胺水平及肿瘤坏死因子的表达水平，结果在术后6 h时，在光镜下观察到明显的小肠组织损伤，同时伴有上述指标的增高，而术后12 h时伴随肥大细胞数量及组胺水平的降低，小肠组织的损伤减轻。Huang等[12]利用大鼠建立小肠缺血再灌注损伤模型，他们先阻断肠系膜上动脉75 min，然后开放，观察开放4 h时血清组胺浓度及肝脏组织中乳酸脱氢酶、肿瘤坏死因子、白介素-8（IL-8）及丙二醛水平，结果发现，和对照组（只游离肠系膜上动脉而不予阻断）相比，上述指标均明显增高，提示组胺参与了小肠的缺血性病理学改变。
Fujimoto等[13]较早发现，大鼠小肠缺血再灌注损伤时小肠黏膜组织内HDC活性显著增高。也有学者[14-15]发现，在胃溃疡的发生过程中，HDC基因的表达呈现先下调后逐渐上调的过程。关于HDC基因的表达及其血清浓度对肠梗阻诊断价值的研究报道较少。Yang等[16]报道，发生绞窄性肠梗阻时，结肠组织内高表达HDC基因，并由此进入血液循环，再经尿液排出体外，使血清和尿中的HDC浓度均增高，HDC的这种变化有助于绞窄性肠梗阻的诊断。杨建军等[17-18]分别测定了28例绞窄性肠梗阻患者、19例单纯性肠梗阻患者、17例急性单纯性阑尾炎患者和20例健康志愿者的血清HDC、D-乳酸、α-谷胱甘肽S-转移酶、肠脂肪酸结合蛋白和二胺氧化酶浓度，观察这些指标在肠梗阻患者发生肠黏膜损伤时的变化。结果发现，上述指标在绞窄性肠梗阻患者中最高，特别是伴有腹腔感染时增高明显；其中血清HDC浓度与全身炎症反应综合征的相关性最强；当血清HDC浓度≥31.0 ng/mL时，其诊断绞窄性肠梗阻的灵敏度（74.5%）、特异度（94.6%）、假阴性率（25.5%）及假阳性率（5.4%）均优于其他指标，故认为血清HDC浓度是一种有效的诊断绞窄性肠梗阻的生物学指标[17-18]。有关HDC基因在绞窄性肠梗阻发生初期小肠组织中表达水平的研究较少。本实验结果显示，发生绞窄性肠梗阻1 h时回肠组织中HDC mRNA的表达水平增高不明显，但3 h时回肠组织中HDC mRNA的表达水平明显增高，达到空白对照组的8.05倍；血清检测结果显示，肠梗阻1 h后血清HDC浓度即显著升高，3 h后其浓度进一步升高。以上结果提示，绞窄性肠梗阻1 h时即出现血清HDC浓度的增高，这有助于临床早期诊断绞窄性肠梗阻。
D-乳酸是肠道细菌发酵产生的代谢产物，正常情况下很少吸收，当肠壁发生损伤、肠道通透性增加时可进入血液，而哺乳动物无法将其快速降解，因此可作为判断肠黏膜损伤程度的指标[19]。但以往的研究对象多为阻断肠系膜上动脉致小肠大面积缺血的大鼠[20]，或者因腹腔高压引起整个小肠缺血者[21]，或者已经确诊为肠管血运障碍的临床急腹症患者[22]，而临床上诊断困难者往往是一部分肠管发生绞窄、临床症状不典型者。因此，本实验通过结扎部分肠管建立小面积绞窄性肠梗阻模型，观察早期血清D-乳酸浓度的变化。结果显示，发生肠梗阻3 h后血清D-乳酸浓度仍与空白对照组相比无统计学意义（P>0.05），提示绞窄性肠梗阻发生时间短、肠管缺血面积小时，血清D-乳酸浓度的变化不明显，不能敏感地反映肠管损伤程度，不宜作为急性肠梗阻的早期诊断指标。李辉等[23]也报道，在急性肠梗阻中，血清D-乳酸浓度并不适于作为评价肠黏膜损伤程度的指标。但也有学者[24]认为，血清D-乳酸浓度的升高程度与肠管损伤范围的关系不密切，主要与梗阻部位及梗阻时间相关。血清D-乳酸对肠梗阻早期诊断的价值需进一步探索。
肠道是人体最大的消化器官，也是最大的免疫器官，其结构功能复杂。近年研究的血清学指标如α-谷胱甘肽S-转移酶、肠脂肪酸结合蛋白等可以帮助提高肠梗阻诊断的精确性[25]。本实验结果提示，血清HDC浓度是一种早期诊断绞窄性肠梗阻的较有效的生物学指标，其浓度增高预示更差的临床结局，而血清D-乳酸浓度仅可以帮助提高肠梗阻诊断的精确性。今后需要进一步开展大样本临床研究，以为临床诊治绞窄性肠梗阻提供理论依据。
